Rind
Gastrointestinaltrakt / Nematoden
Allgemein:| - | Ivermectin ist ausreichend effizient gegen alle pathogenen und ökonomisch bedeutenen Nematoden des Rindes (Armour 1980a; Benz 1981b; Egerton 1981b; Yazwinski 1981a; Elliott 1981a; Sutherland 1990b). Am wenigsten empfindlich ist Nematodirus helvetianus, Effizienz nur ca. 28 - 87% (Yazwinski 1997a). |
| - | Die Wirkungsdauer, dass heisst die Dauer des Schutzes vor Reinfektion, beträgt nach parenteraler und topischer Gabe ca. 2 Wochen (Campbell 1984a; Barth 1983a; Williams 1995a; Yazwinski 1994b; Bremner 1983a; Barth 1997a; Ranjan 1997a; Williams 1997a). Der Schutz gegen Ostertagia ostertagi und Haemonchus placei besteht bis zu 28 Tage (Hong 1995a; Williams 1995a; Yazwinski 1994b). |
| - | Der Kot bleibt etwa vom 21. bis 63. Tag nach Applikation frei von Parasiteneiern (Entrocasso 1996a). |
| - | Ivermectin in Form eines sustained-release Bolus verabreicht, ist hoch wirksam gegen alle Entwicklungsstadien gastrointestinaler Nematoden, inklusive inhibierte Larven von Ostertagia ostertagi und ist effektiv bei der Prophylaxe parasitärer Erkrankungen während der Weidesaison (Williams 1992a; Alva-Valdes 1988a; Zimmerman 1991a; Egerton 1986a; Rehbein 1997a). |
Speziell:
| - | alle Stadien (adult, immatur, inhibiert) von Haemonchus spp., Ostertagia spp., Trichostrongylus spp., Cooperia spp., Oesophagostomum spp., Nematodirus spp., Bunostomum spp. (Egerton 1981b; Alva-Valdes 1986a; Prichard 1988a; Williams 1981a; Armour 1980a; Benz 1981a; Yazwinski 1988a; Williams 1992a; Williams 1997b) |
| - | Toxocara vitulorum (Van Miert 1994a) |
| - | Trichuris spp. (Yazwinski 1997a) |
| - | Strongyloides papillosis (Tassi 1990a; Yazwinski 1997a) |
| - | Prävention der Parasitären Gastroenteritis während der ersten Weidesaison (Fisher 1995a; Taylor 1985b; Egerton 1986a). |
| - | morantelresistente Ostertagia ostertagi (Borgsteede 1991a) |
| - | benzimidazolresistente Haemonchus contortus und Ostertagia circumcincta (Taylor 1993a) |
Respirationsapparat
| - | Dictyocaulus viviparus (Benz 1981a; Egerton 1981b; Lyons 1981e; Sutherland 1990b; Alva-Valdes 1986a; Borgsteede 1986a; Rehbein 1997a; Williams 1997b) |
| - | Die Dauer der Wirkung (Schutz vor Reinfektion) gegen Dictyocaulus spp. beträgt nach topischer Anwendung mindestens 28 Tage (Hong 1995a; Barth 1997a). Nach subkutaner Administration wurde eine Persistenz der Wirkung über mindestens eine Woche, jedoch weniger als 3 Wochen festgestellt (Borgsteede 1986a). In einer anderen Studie konnte ein Schutz vor Reinfektion über mindestens 4 Wochen beobachtet werden (Barth 1997a). |
| - | Eine Prävention der parasitären Bronchitis durch wiederholte Verabreichung während der Weidesaison (Taylor 1985b) oder Einsatz eines "sustained-release" Bolus ist möglich (Alva-Valdes 1988a; Rehbein 1997a). |
Haut und Bindegewebe
| - | Hypoderma bovis (Campbell 1984a; Knight 1988a; Alva-Valdes 1986a) |
| - | Hypoderma lineatum (Campbell 1984a; Charbon 1997a; Alva-Valdes 1986a) |
| - | Parafilaria bovicola (Sutherland 1990b; Swan 1983a) |
| - | Dermatobia hominis (Roncalli 1988a; Sutherland 1990b) |
| - | Mikrofilarien von Onchocerca spp. (Klei 1980b; Clayton 1983a) |
Augen
| - | Thelazia lacrymalis (Sutherland 1990b); andere Autoren beobachteten allerdings keine ausreichende Wirkung gegen Thelazia lacrymalis (Lyons 1981a) |
Ektoparasiten / Räudemilben
| - | Psoroptes spp./ Sarcoptes spp. (Guillot 1982a; Meleney 1982a; Sutherland 1990b; Wright 1984b; Rehbein 1997a; Lonneux 1997a; Barth 1988a) |
| - | Nach subkutaner Administration von Ivermectin bleiben die Milben bis zum 9. Tag nach Applikation infektiös. Um die Ausbreitung der Milben zu verhindern, sollten behandelte Tiere mindestens 9 Tage isoliert werden (Wright 1984b). Nach intramuskulärer Injektion sind die Milben bis 5 Tage nach Applikation noch infektiös. Das Verschwinden der Milben und die klinische Heilung beginnen ca. 2 Wochen nach der Behandlung (Guillot 1982a). |
| - | Chorioptes bovis (Barth 1988a), Teilwirkung gegen Chorioptes-Milben (Sutherland 1990b) |
Ektoparasiten / Zecken
| - | Boophilus microplus; 97%ige Kontrolle über 21 Tage, auch gegen resistente Stämme gegenüber Organophosphaten, DDT, Pyrethroide und Amidine (Nolan 1981a; Sutherland 1990b; Cramer 1988a). |
| - | Ornithodoros savignyi: ökonomisch bedeutende Zecke bei Rinderaufzucht in Südafrika (Sutherland 1990b) |
Ektoparasiten / Läuse
| - | Haematopinus spp., Linognathus spp., Solenopotes capillatus (Titchener 1985a), Damalinia bovis (Alva-Valdes 1986a; Clymer 1998a; Polley 1998a; Titchener 1994a) |
Ektoparasiten / Fliegen (im Dung lebende Larven)
| - | Musca autumnalis im Dung; Die ersten 9 Tage nach Applikation ist eine komplette Verhinderung der Larvenentwicklung, für weitere 5 Tage eine stark reduzierte Vermehrung durch abnormale Verpuppung und verminderte Entwicklungsrate zur adulten Form zu beobachten (Meyer 1980a). |
| - | Haematobia irritans exigua; 4 Wochen verminderte Larvenentwicklung (Miller 1981a), Kontrolle für mindestens 21 Tage (Fletcher 1993a) |
| - | Reduktion des Befalls mit Haematobia irritans für ca. 6 Wochen (Marley 1993a) |
Schaf
Gastrointestinaltrakt / Nematoden
Allgemein:| - | Ivermectin ist ausreichend effizient gegen alle pathogenen und ökonomisch bedeutenen Nematoden des Schafes. Der Kot bleibt vom 3. bis ca. 28. Tag nach subkutaner Injektion, bis ca. 15 Tage nach oraler Verabreichung frei von Nematodeneiern (McKellar 1987a). |
Speziell:
| - | alle Stadien (adult, immatur, inhibiert) von Haemonchus spp., Ostertagia spp., Trichostrongylus spp., Cooperia spp., Oesophagostomum spp., Nematodirus spp., Bunostomum spp. (Todd 1985a; Swan 1984a; Egerton 1980a; Armour 1982a; Sutherland 1990b; Borgsteede 1993a; Bogan 1988b) |
| - | Trichuris spp. (Swan 1984a; Armour 1982a) |
| - | Strongyloides papillosis (Swan 1984a) |
| - | Chabertia ovina (Swan 1984a; Armour 1982a) |
| - | Benzimidazol-resistente Haemonchus contortus, Ostertagia ostertagi und Trichostrongylus columbriformis (Egerton 1980a; Santiago 1986a; Taylor 1993a; Taylor 1990a) |
| - | Levamisol-resistente Trichostrongylus columbriformis (Santiago 1986a) |
Respirationsapparat
| - | Dictyocaulus filaria (Swan 1984a; Sutherland 1990b) |
| - | Muellerius capillaris (McCraw 1986a) |
| - | Protostrongylus rufecens (Van Miert 1994a) |
| - | Oestrus ovis - Larven (Swan 1984a; Bennett 1986b; Sutherland 1990b; Dorchies 1997a; Rugg 1997a) |
Ektoparasiten
| - | Psoroptes ovis (Foreyt 1993a; Sutherland 1990b; Passmoor 1992a; Soll 1992a) |
| - | Mit einer einmaligen subkutanen Injektion von 0,2 mg/kg Ivermectin wurden in einer Studie nur Teilerfolge bei der Behandlung von Psoroptes ovis-Infektionen beobachtet. Besonders bei starkem Befall mit schweren klinischen Symptomen kam es nicht zu einer Heilung der Hautläsionen und völligen Absterben der Milben (Bates 1991a). |
| In einer anderen Studie wurden die Milben mit einer zweimaligen subkutanen Injektion von 0,2 mg/kg Ivermectin im Abstand von 7 Tagen erfolgreich bekämpft. Sämtliche, auch stark befallene Tiere, zeigten innerhalb von 7 Tagen nach der ersten Behandlung deutliche klinische Besserung und bei keinem Schaf konnten 7 Tage nach der zweiten Injektion lebende Milben nachgewiesen werden (Passmoor 1992a). | |
| Es wurde ein Zusammenhang zwischen der `Virulenz` des jeweiligen Psoroptes ovis-Stammes und der Wirksamkeit des Ivermectins festgestellt. In Laborversuchen zeigte sich, dass gegen `langsame`, chronische Psoroptes-Stämme eine einmalige Injektion von Ivermectin ausreichend effektiv ist, jedoch `schnelle`, akute Milbenstämme nur zu ca. 77% reduziert werden. Es empfiehlt sich eine zweimalige Behandlung im Abstand von 7 Tagen, sowohl gegen Psoroptes-Milben mit Infestation auf dem Körper, als auch gegen Psoroptes-Milben im äusseren Gehörgang (Bates 1994a). | |
| - | Sarcoptes-Milben (Ungemach 1994b; Van Miert 1994a) |
| - | Psorergates ovis (Soll 1988a) |
| - | Schaflausfliegen: Melophagus ovinus (Molina 1982a) |
| - | Läuse (Van Miert 1994a; Ungemach 1994b) |
| - | Hautmyiasis, durch Larven der Fliege Lucilia cuprina hervorgerufen (Thompson 1994a) |
Ziege
Gastrointestinaltrakt
| - | alle Stadien (adult, immatur, inhibiert) von Haemonchus spp., Ostertagia spp.,Trichostrongylus spp., Cooperia spp., Oesophagostomum spp., Nematodirus spp., Bunostomum spp. (Hall 1981a; Swan 1985a) |
| - | Trichuris spp., Strongyloides papillosus (Van Miert 1994a) |
| - | multiresistente Haemonchus spp., Ostertagia spp., Trichostrongylus spp. (Hall 1981a) |
| - | Strongyloides papillosus - Larven (Swan 1985a) |
Respirationsapparat
| - | Dictyocaulus filaria (Van Miert 1994a) |
| - | Muellerius capillaria (Van Miert 1994a) |
| - | Protostrongylus rufecens (Van Miert 1994a) |
| - | Oestrus ovis (Van Miert 1994a) |
Haut und Bindegewebe
| - | Dasselfliegenlarven: Przhevalskiana silenus (Tassi 1987a) |
Ektoparasiten
| - | Demodex caprae (Strabel 2003a) |
Pferd
Gastrointestinaltrakt
| - | alle Stadien der Grossen Strongyliden: Strongylus vulgaris, Strongylus equinus, Strongylus edentatus (DiPietro 1982a; Sutherland 1990b; Lyons 1992a; Bello 1981a; Craig 1981a; Egerton 1981a; Klei 1980a; Lyons 1980a; Torbert 1982a; Mogg 1990a; Xiao 1994a) |
| - | alle luminalen Stadien der Kleinen Strongyliden (Lo 1985a; DiPietro 1982a; Hasslinger 1982a; Torbert 1982a; Sutherland 1990b; Lyons 1992a; Mogg 1990a; Rolfe 1998a; Lyons 1982a; Xiao 1994a; Demeulenaere 1997a; van Doorn 2012a) |
| - | keine bzw. nur geringe Wirkung gegen inhibierte Larvenstadien der Kleinen Strongyliden in der Darmmukosa (Xiao 1994a; Klei 1993a; Love 1995a) |
| - | benzimidazolresistente Stämme der Kleinen Strongyliden (Wescott 1985a; Baker 1984a; Rolfe 1998a) |
| - | adulte und larvale Stadien von Oxyuris equi (Torbert 1982a; Lyons 1992a; Egerton 1981a; Klei 1980a; Xiao 1994a) |
| - | adulte und larvale Stadien von Parascaris equorum (Austin 1991a; Craig 1981a; Egerton 1981a; Lyons 1980a; Torbert 1982a) |
| - | Strongyloides spp. (Ungemach 1994b; Lyons 1992a) |
| - | Verhinderung der galaktogenen Übertragung von Strongyloides westeri (Ludwig 1983a; Koehler 1989a) |
| - | Trichostrongylus axei (DiPietro 1982a; Klei 1980a; Lyons 1982a; Torbert 1982a) |
| - | Magenhabronematose: Habronema muscae (Torbert 1982a; DiPietro 1982a; Sutherland 1990b; Paul 1991b; Lyons 1992a; Xiao 1994a) |
| - | Gasterophilus-Larven (Britt 1985a; Bello 1981a; Craig 1981a; Egerton 1981a; Klei 1980a; Lyons 1980a; Torbert 1982a; DiPietro 1982a; Xiao 1994a) |
| - | Der Kot behandelter Tiere bleibt ca. 8 - 9 Wochen frei von Nematodeneiern (Boersema 1998a; Piche 1991a; Lumsden 1989a; Parry 1993a; Mogg 1990a; Austin 1991a; Boersema 1996a; Rolfe 1998a). Wiederholungsbehandlung nach ca. 12 - 14 Wochen nötig (Jacobs 1995b). |
Respirationsapparat
| - | Dictyocaulus arnfieldi (Britt 1985a; Sutherland 1990b) |
| - | Gasterophilus nasalis-Larven (Bello 1981a; Craig 1981a; Egerton 1981a; Lyons 1980a; Torbert 1982a; Sutherland 1990b) |
Herz-Kreislaufsystem
| - | intraarterielle Larvenstadien von Strongylus vulgaris (Slocombe 1981a; Lyons 1982a; Sutherland 1990b; Slocombe 1982a) |
| - | Erst 5 - 6 Wochen nach der Behandlung sind die Larven vollständig aus den Arterien entfernt (Slocombe 1984a; DiPietro 1982a). |
Haut und Bindegewebe
| - | Hauthabronematose (Bello 1981a; DiPietro 1982a; Sutherland 1990b) |
| - | Draschia spp. (Bello 1981a; DiPietro 1982a; Torbert 1982a; Sutherland 1990b; Lyons 1980a) |
| - | Mikrofilarien von Onchocerca (DiPietro 1982a; Egerton 1981a; Klei 1980b; Sutherland 1990b; Mogg 1990a; Mancebo 1997a), Persistenz der Wirkung mindestens 10 Wochen (Mogg 1990a) |
| - | Mikrofilarien von Parafilaria multipapillosa (Eikemeier 1995a) |
| - | Mikrofilarien von Setaria equina (Klei 1980b) |
Ektoparasiten
| - | Sarcoptes- und Psoroptes-Milben (Plumb 1991a; Ungemach 1994b) |
| - | Läusebefall (Eckert 1999a; Plumb 1991a) |
Schwein
Gastrointestinaltrakt
| - | Hyostrongylus spp., Oesophagostomum spp., Ascaris spp., Strongyloides spp. (Zukovic 1982a; Sutherland 1990b; Stewart 1981a; Primm 1992a) |
| - | Trichuris spp. (Zukovic 1982a; Primm 1992a) |
| - | intestinale Stadien von Trichinella spiralis (Campbell 1979a) |
| - | Verhinderung der transkolostralen Übertragung von Strongyloides ransomi von der Muttersau zum Ferkel (Van Miert 1994a) |
Respirationsapparat
| - | Metastrongylus spp. (Stewart 1981a; Sutherland 1990b; Primm 1992a) |
Urogenitaltrakt
| - | Stephanurus dentatus (Stewart 1981b; Sutherland 1990b) |
Muskulatur
| - | Muskelstadien von Trichinella spiralis werden möglicherweise fatal geschädigt, ihre Anzahl jedoch nicht verringert (Taylor 1981a) |
Ektoparasiten
| - | Haematopinus suis (Barth 1980a; Sutherland 1990b; Stewart 1981a) |
| - | Sarcoptes scabiei (Barth 1980a; Lee 1980a; Courtney 1983a; Sutherland 1990b; Primm 1992a; Martineau 1984a); Ferkel von zwischen dem 8.- 37. Tag vor dem Abferkeln behandelter Sauen bleiben bis über das Absetzen hinaus frei von Sarcoptes-Milben (Courtney 1983a) |
Kamelide
Gastrointestinaltrakt
| - | Trichostrongyliden, Strongyliden des Abomasum und Dünndarmes (Boyce 1984a; Van Miert 1994a) |
| - | Trichuris spp. (Van Miert 1994a), geringere Wirkung gegen Trichuris spp. (Boyce 1984a) |
Respirationsapparat
| - | Dictyocaulus spp. (Van Miert 1994a) |
Ektoparasiten
| - | Sarcoptes scabiei var cameli, Chorioptes sp., Psoroptes sp. |
| - | Läuse: Microthricis cameli, Damalinia breviceps |
| - | Zecken: Hyalomma spp., Rhipicephalus spp. |
| - | Nasendasselfliege: Cephalopina titillator (Van Miert 1994a) |
Zebra
Gastrointestinaltrakt
| - | Strongyliden (Cylicostephanus minutus, Cylicocyclus leptostomum) (Lia 2010a) |
Hund
Gastrointestinaltrakt
| - | adulte, immature und hypobiotische Stadien von Toxocara canis und Toxascaris leonina (Anderson 1982a; Yazwinski 1982a; Leutenegger-Aste 1987a) |
| - | nur Teilwirkung gegen Toxocara leonina (Anderson 1982a) |
| - | adulte und larvale Stadien von Ancylostoma caninum (Wang 1989a; Anderson 1982a; Yazwinski 1982a) |
| - | Ancylostoma braziliense (Anderson 1982a) |
| - | Verhinderung praenataler und galaktogener Ancylostoma caninum- und Toxocara canis-Infektionen (Stoye 1989a; Leutenegger-Aste 1987a) |
| - | Uncinaria stenocephala (Egerton 1985a) |
| - | Trichuris spp. (Anderson 1982a; Yazwinski 1982a) |
| - | Strongyloides stercoralis, adult (Mansfield 1992a) |
Respirationsapparat
| - | Capillaria spp. (King 1990a; Evinger 1985a) |
| - | Filaroides osleri (Boersema 1989a; Schuster 1993a; Outerbridge 1998a; Kresken 1996a) |
| - | Filaroides hirthi (Bauer 1996a) |
Herz-Kreislaufsystem
| - | junge Larven (jünger als 1 Monat), ältere Larven, immature und junge adulte Stadien (McCall 2005a; Blair 1982a; Blair 1980a; Paul 1991b), Mikrofilarien von Dirofilaria immitis (Stenzenberger 1999a; Jackson 1981a; Egerton 1980a; Suderman 1984a; Blair 1983a) |
| - | Herzwurmprävention (Sutherland 1990b; Blair 1980a; McCall 2005a) |
| - | Angiostrongylus vasorum (Bolt 1994a; Martin 1993a) |
Urogenitaltrakt
| - | Capillaria plica (Kirkpatrick 1987b; Spillmann 1989a) |
Ektoparasiten
| - | Otodectes cynotis (Yazwinski 1981b; Paradis 1989a); Heilung innerhalb von 7 Tagen |
| - | Sarcoptes scabiei (Yazwinski 1981b; Medleau 1994a; de Jaham 1997a; Scheidt 1984a; de Jaham 1995a); Verschwinden aller Stadien innerhalb von 7 Tagen, bereits nach 3 Tagen deutliche Besserung (Yazwinski 1981b) |
| - | Demodex canis: generalisierte Amitraz-resistente Demodikose (Ristic 1995a; Medleau 1996a; Paradis 1998b; Paradis 1992a; Medleau 1994b) |
| - | Cheyletiella spp. (Paradis 1988a) |
| - | Läuse: Linognathus spp. (Shatri 1991a) |
| - | Pneumonyssus caninum (Brandt 1988a; Mundell 1990b) |
Katze
Gastrointestinaltrakt
| - | Toxocara cati (Blagburn 1987a; Kirkpatrick 1987a; Page 2000a) |
| - | Ancylostoma spp. (Blagburn 1987a; Nolan 1992a) |
Respirationsapparat
| - | Aelurostrongylus abstrusus (Van Miert 1994a; Jenkins 1993a) |
Ektoparasiten
| - | Notoedres cati (Bigler 1984a; Medleau 1994a; Song 1991a) |
| - | Otodectes cynotis (Song 1991a; Gram 1994a; Medleau 1994a; Schneck 1988a; Page 2000a) |
| - | Sarcoptes scabiei (Medleau 1994a) |
| - | Demodex cati, Demodex gatoi (Reitemeyer 2002a; Hämmerling 1996a) |
| - | Cheyletiella blakei (Paradis 1990b; Page 2000a) |
| - | Läuse: Linognathus setosus (Medleau 1994a) |
| - | Zecken: Ixodes ricinus (Rodriguez 1994a) |
Vögel
Nematoden
| - | Askariden, Capillaria spp., Amidostomum spp.,Syngamus spp.,Spiroptera spp. (Stunkard 1984a; Clubb 1986a) |
Ektoparasiten
| - | Flöhe, Federlinge (Bucklar 1996a) |
| - | Rote Vogelmilbe (Dermanyssus gallinae), Nordische Vogelmilbe (Ornithonyssus sylviarum) (Kummerfeld 1998a; Kummerfeld 1998b; Todisco 2008a) |
| - | Räudemilben: Kalkbeinmilbe (Knemidocoptes mutans), Körperräudemilbe (Knemicoptes laevis), Schnabelräudemilbe (Knemidocoptes pilae) (Kummerfeld 1987a; Kummerfeld 1998b; Kummerfeld 1998a) |
| - | Luftsackmilben: Sternostoma tracheacolum, Cytodites nudus (Dorrestein 1995a; Baumgartner 1995a; Kummerfeld 1987a) |
| - | Vogelzecken: Argaus reflexus, Argaus persicus (Kummerfeld 1998a) |
Kaninchen
Gastrointestinaltrakt
| - | Strongyloides spp., Graphidium strigosum, Trichostrongylus retortaeformis, Passalurus ambiguus, Trichuris leporis (Bucklar 1999a; Beck 2004a) |
Ektoparasiten
| - | Milben: Psoroptes cuniculi (McKellar 1992a; Curtis 1990a; Prosl 1985a; Bowman 1992a; Wright 1985a), Sarcoptes cuniculi, Notoedres cuniculi, Cheyletiella parasitovorax (McKellar 1992a; Mellgren 2008a) |
| - | Läuse: Haemodipsus ventricosus (Bucklar 1999a) |
| - | Flöhe: Spilopsyllus cuniculi (Bucklar 1999a) |
Meerschweinchen
Gastrointestinaltrakt
| - | Paraspidodera uncinata (Bucklar 1999a) |
Ektoparasiten
| - | Haarlinge: Gliricola porcelli, Trimenopon hispidum, Gyropus ovalis (Wasel 1995a; Harvey 1987a) |
| - | Milben: Chirodiscoides caviae, Sarcoptes sp.,Trixacarus caviae, Myocoptes musculinus (McKellar 1992a; Harvey 1987a; Schossier 1989a) |
| - | Flöhe: Rhopalopsylla clavicola (Bucklar 1999a) |
Hamster
Ektoparasiten
| - | Haarmilben: Myobia musculi, Myobia musculinus (Kunstyr 1989a) |
| - | Räudemilben: Notoedres spp. (Beco 2001a) |
Mäuse
Gastrointestinaltrakt
| - | Oxyuridose: Syphacia obvelata, Aspiculuris tetraptera (Visser 1995a; Hasslinger 1987a) |
Ektoparasiten
| - | Milben: Myocoptes musculinus, Myobia musculi (Wing 1985a) |
Ratten
Ektoparasiten
| - | Läuse |
| - | Milben: Notoedres muris, Liponyssus bacoti (Winjnbergen 1995a) |
Frettchen
Herz-Kreislaufsystem
| - | Dirofilaria immitis Mikrofilarien (Blair 1982a; Randolph 1989a; Egerton 1980a) |
Ektoparasiten
| - | Ohrmilben (Otodectes cynotis) (Beck 2004a) |
Eichhörnchen
Ektoparasiten
| - | Milbenbefall: Notoedres spp. (Evans 1984a) |
Igel
Gastrointestinaltrakt
| - | Capillaria spp. (Van Miert 1994a; Saupe 1995a) |
| - | Magenwurm: Physaloptera clausa (Saupe 1995a) |
| - | Speiseröhrenwürmer: Gongylonema spp. (Saupe 1995a) |
Respirationsapparat
| - | Capillaria aerophilia, Crenosoma striatum (Bucklar 1999a; Van Miert 1994a) |
Ektoparasiten
| - | Sarcoptes sp., Notoedres cati (Bucklar 1999a) |
Reptilien (Schlangen / Echsen)
Nematoden
| - | Nematoden allgemein (Mutschmann 1993a; Zwart 1995b; Zwart 1995c) |
| - | Pentastomiasis (Zungenwurm-Infektion) (Zwart 1995b) |
Ektoparasiten
| - | Milben: Ophionyssus natricis (Rosskopf 1992a), Pterygosoma spp. (Mutschmann 1993a; Funk 1988a; Zwart 1995b) |
Amphibien
| - | Nematoden: Haut-Kapillarien (Zwart 1998b) |
Fische
| - | Lernaea spp. (Hyland 1987a) |